Diagnóstico laboratorial de SARS-CoV-2

Entendendo os testes para diagnóstico laboratorial de SARS-CoV-2

Figura 1 – A compreensão dos métodos diagnósticos e a realização de estudos epidemiológicos que monitorem longitudinalmente a infecção e a exposição ao SARS-CoV-2 em cães e gatos de tutores com casos ativos de Covid-19 são necessárias para o embasamento e o delineamento de medidas de prevenção e controle da doença

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Brenda Winona dos Santos

Farmacêutica, CRF-PR 30812,

Aluna de mestrado, UFPR-Curitiba

brendawinona@ufpr.br

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Caio Fábio dos Santos Gonçalves

Bacharel em medicina veterinária,

aluno de mestrado, UFPR-Curitiba

mv.caiofabio@gmail.com

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Louise Bach Kmetiuk

MV, CRMV-PR 14.332, MSc., dra.,

aluna de pós-doutorado

PPGP/UFMG-Belo Horizonte

louisebachk@gmail.com

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Otávio Valério de Carvalho

MV, CRMV-MG 8.201, MSc., PhD,

aluno de pós-doutorado

PPGBCM/UFPR

Diretor técnico do Tecsa Laboratórios

otaviovalerio@tecsa.com.br

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Luiz Eduardo Ristow

MV, CRMV-MG 3.708, MSc.

Diretor presidente do Tecsa Laboratórios

ristow@tecsa.com.br

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

David Soeiro Barbosa

MV, CRMV-MG: 16.318, MSc., dr., pós-dr.,

prof. do ICB/UFMG-Belo Horizonte

davidsoeiro@icb.ufmg.br

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Alexander Welker Biondo

MV, CRMV-PR: 6.203. MSc, PhD.

Coordenador do PPGBCM/UFPR-Curitiba

abiondo@ufpr.br

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Introdução

O SARS-CoV-2 é um vírus de possível caráter zoonótico oriundo da família Coronaviridae. A infecção ocorre pela formação do complexo entre o sítio ativo da enzima de conversão da angiotensina 2 e a porção S1 da proteína estrutural spike do vírus. As populações animais apresentam diferentes perfis de suscetibilidade, transmissibilidade e expressão de sinais clínicos. O diagnóstico laboratorial da infecção por SARS-CoV-2 pode ser conduzido por métodos diretos e indiretos. Os procedimentos técnicos para diagnóstico devem ser realizados por profissionais treinados e em laboratórios com nível adequado de biossegurança. Os testes de diagnóstico mais utilizados para detecção do SARS-CoV-2 são o RT-qPCR (reação em cadeia da polimerase com transcrição reversa de amplificação em tempo real) e os sorológicos.

O SARS-CoV-2 é um agente viral oriundo de uma antiga ordem denominada Nidovirales, que abrange a família Coronaviridae, a subfamília Coronavirinae (coronavírus) e, por sua vez, o gênero classificado como Betacoronavírus.  Ao longo da história, os vírus dessa família foram responsáveis por inúmeros surtos, estando direta ou indiretamente associados à interação de seres humanos com espécies de morcegos. Entre os casos mais populares, na China, em meados de 2003, uma variante zoonótica foi descoberta envolvendo morcegos e furões como hospedeiros intermediários, sendo classificada como SARS (Severe acute respiratory syndrome). Ela levou a morte de mais de 770 pessoas, entre as 8.096 infectadas. Já em 2012 morcegos e camelos foram indicados como responsáveis pelo surto da Middle East respiratory syndrom (Mers), doença responsável pela morte de 2.220 pessoas desde o início do surto, e que uma vez mais demonstrou o potencial nocivo das enfermidades associadas à família Coronaviridae 1,2.

Em constantes buscas para compreender o histórico epidemiológico da Covid-19, descobriu-se que, de todas as sequências genéticas já descritas de coronavírus, o SARS-CoV-2 viria a ser o mais próximo dos coronavírus de morcegos (RaTG13), apresentando 98% de similaridade com ele. Por outro lado, afirma-se que o restante complementar apresenta similaridade com espécies de coronavírus de pangolins 3-6.

Pouco ainda se sabe sobre a suscetibilidade e a prevalência em animais domésticos e silvestres infectados pelo SARS-CoV-2. Contudo, há relatos de inúmeros casos – com e sem a presença de sinais clínicos – de animais cujos testes detectaram a presença de anticorpos ou moléculas do SARS-CoV-2 (Figura 1).

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

SARS-CoV-2 em seres humanos e animais

O novo coronavírus é capaz de realizar a invasão celular por meio da formação do complexo que envolve o sítio ativo presente na enzima de conversão da angiotensina 2 (ECA2) – expressa em células endoteliais e em vários órgãos, como: pulmões, coração, rins, testículos, fígado e intestino – e a unidade de superfície S1 presente na proteína estrutural S (spike) do vírus 7. O processo de replicação se inicia após a formação do complexo S1-ECA-2, uma vez que este se torna alvo da metabolização pela serina protease transmembrana tipo II, a TMPRSS2 8. Essa enzima cliva o complexo na altura do receptor, ativando a proteína S e viabilizando a entrada do vírus por meio do processo de endocitose. Uma vez no meio intracelular, ocorre o desnudamento do agente viral e de seu material genético (RNA de fita simples e cadeia positiva) por intermédio da maquinaria celular (ribossomos e organelas envolvidas nos processos de transdução e tradução de DNA), e ele passa a ser replicado. Com a intensa produção de proteínas virais, essas passam a ser expressas no retículo endoplasmático rugoso e, posteriormente, são enviadas para o complexo de Golgi, onde são encapsuladas e futuramente exocitadas 9,10.

A presença do sars-cov-2 nas células, associada à incapacidade do sistema imunológico para responder à infecção, resulta na destruição dos tecidos infectados que ativam intensos processos inflamatórios, repercutindo positivamente no processo de replicação viral, o que elucida o caráter citopático do SARS-CoV-2 9,11. Perante a predileção por tecidos que expressem ECA 2 e TMPRSSA mais intensamente, a eliminação do vírus do corpo do hospedeiro ocorre principalmente por meio de espirro, gotículas de saliva (facilmente disseminadas no ar e depositadas por todo o ambiente, com grande capacidade de sobrevivência no meio externo), catarro e tosse (transmissão de pessoa para pessoa). Além disso, estudos recentes afirmam que o acometimento do trato intestinal também é possível por meio de transmissão orofecal 3,9,12.

Os pacientes humanos sintomáticos apresentam alta taxa de transmissibilidade, associada a alterações sintomatológicas como tosse, febre, coriza, dor de garganta, dispneia, anosmia e ageusia, além de distúrbios gastrintestinais (náuseas, vômito, diarreia e anorexia leve) 11,13. Estima-se que 40% a 45% dos indivíduos infectados pelo SARS-CoV-2 sejam assintomáticos, apesar de apresentarem carga viral tão alta quanto os pacientes que desenvolveram sintomas, e podem transmitir o vírus como qualquer indivíduo contaminado 14. Mesmo assintomáticos, alguns indivíduos apresentam comprometimento dos pulmões sem ter nenhum traço de doença respiratória, o que pode levá-los ao colapso repentino e à morte 15.

Apesar dos inúmeros avanços de pesquisas relacionadas à infecção, à transmissão e a alterações de saúde em seres humanos, pouco se sabe sobre a transmissibilidade da doença em animais domésticos. Com relação aos gatos, aqueles infectados ocasionalmente, relatou-se que indivíduos que coabitavam os mesmos recintos não apresentavam panoramas homogêneos, ou seja, dentro de um mesmo grupo, alguns apresentavam testes negativos e outros positivos, podendo ou não ser assintomáticos. Os indivíduos sintomáticos, por sua vez, apresentavam quadros clínicos similares aos dos seres humanos, como diarreia, vômito, dispneia e febre 16-22. Enquanto isso, animais infectados experimentalmente apresentavam-se na maior parte das vezes assintomáticos, mesmo sendo capazes de transmitir a doença para seus semelhantes.

As mais variadas espécies de animais vêm sendo estudadas para que se obtenham informações sobre o grau de periculosidade de interação interespecífica. Em suma, até o presente momento, porcos, galinhas, patos e perus apresentam-se como espécies sem suscetibilidade, sem presença de sinais clínicos e incapazes de transmitir SARS-CoV-2. Os cães apresentam um histórico semelhante, apesar de terem uma suscetibilidade baixa e de já haver relatos de doentes sintomáticos e assintomáticos 23-27. Os gatos domésticos, assim como os tigres e os leões, já apresentam infecção natural (e experimental em gatos), alta suscetibilidade, expressão de sinais clínicos e capacidade de transmissibilidade 28. Os furões de espécies domésticas estudados experimentalmente apresentaram alta suscetibilidade e capacidade de transmissão, porém ausência de sintomas. Já os furões de espécies selvagens – como o visão-americano (Neovison vison) e o hamster-sírio (Mesocricetus auratus) – apresentaram infecção natural com presença de sinais clínicos 29,30. Por fim, os morcegos-da-fruta-egípcios (Rousettus aegyptiacus) também demonstraram alta suscetibilidade, ausência de sinais clínicos e capacidade de transmissão entre seus semelhantes de modo experimental, o que destoou da presença de sinais clínicos em estudos realizados com macacos (Macaca fascicularis e Macaca mulatta).

Os animais de zoológicos vêm sendo estudados, uma vez que têm grande proximidade com o público e com os funcionários das instituições 31. Em Nova York, tigres e leões do zoológico do Bronx apresentaram tosse seca e posteriormente os testes resultaram positivos para a doença 22,31-35.

Dessa forma, o conhecimento aprofundado a respeito da possibilidade de infecção ou contaminação oriunda da interrelação entre as diversas espécies animais, o ambiente e o homem pode auxiliar na construção de medidas de mitigação, bem como facilitar a eficácia de medidas de prevenção da doença. Por fim, é importante ressaltar que devemos sempre buscar a preservação da saúde e do bem-estar não só do homem como do meio ambiente e dos animais, pois qualquer desequilíbrio identificado nessas relações agrava contratempos como esse no qual vivemos atualmente 36,37.

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Testes diagnósticos para infecção e exposição ao SARS-CoV-2

O diagnóstico laboratorial da infecção por SARS-CoV-2 pode ser conduzido por métodos diretos e indiretos. Embora exista maior precocidade e especificidade na detecção direta de partículas, antígenos ou material genético viral, os métodos indiretos identificam a resposta imunológica contra a infecção e permitem ampliar a possibilidade de diagnóstico após a fase aguda da doença 38.

A escolha da amostra correta é essencial para um diagnóstico confiável. Pode haver falso-negativos relacionados a carga viral muito baixa, coleta inadequada e falhas na amostragem, na manipulação, na conservação e no transporte até o laboratório 39.

Os procedimentos técnicos para diagnóstico devem ser realizados por profissionais treinados e em laboratórios com nível adequado de biossegurança. O processamento de amostras para métodos não propagativos (não envolvem isolamento e multiplicação viral) como testes moleculares ou alguns sorológicos (Elisa, imunocromatografia e outros) deve ser conduzido em nível de biossegurança 2 (NBS-2), dentro de cabines de segurança biológica 40.

Os testes de diagnóstico mais utilizados para detecção do SARS-CoV-2 são o RT-qPCR (reação em cadeia da polimerase em tempo real precedida de transcrição reversa) e os sorológicos (método Elisa e imunocromatográfico, ou chamado teste rápido) 15. O teste RT-qPCR é mais recomendado principalmente na primeira semana de sintomas, visto que detecta apenas infecções agudas (ou seja, quando há grande quantidade de RNA viral nas secreções de oro e nasofaringe) ou assintomáticas com o vírus ativo. Já os testes sorológicos do tipo Elisa detectam anticorpos de infecções após a segunda semana de sintomas, quando o indivíduo inicia sua produção de anticorpos IgM (sugerem infecção recente pelo vírus) ou IgG (são produzidos mais tardiamente e podem ser detectados por mais tempo após o término da infecção) 15,40. Os testes imunocromatográficos (testes rápidos) podem ser realizados nas mesmas etapas de infecção daqueles feitos pelo método Elisa (segunda semana de sintomas), entretanto, como a amostra é menor (punção digital), a sensibilidade pode ser afetada, sendo utilizados como apoio nos testes diagnósticos de primeira escolha ou no acompanhamento da progressão da doença 41,42.

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Diagnóstico molecular – RT-qPCR

O método RT-qPCR (PCR em tempo real precedida de transcrição reversa) se enquadra como teste padrão-ouro para Covid-19, devido à elevada sensibilidade, à especificidade e à agilidade diagnóstica. Uma das principais vantagens desse teste em relação à sorologia é o melhor desempenho na detecção precoce de casos positivos em estágios iniciais da infecção, até mesmo durante o período de incubação da doença. A RT-qPCR permite a quantificação da carga viral detectada, que funciona como um excelente parâmetro para o monitoramento infeccioso. A detecção do RNA viral também pode ocorrer no paciente assintomático e em outros infectados que já tiveram resolução clínica 43,44. Dessa forma, é importante que os resultados sejam analisados com cautela.

O diagnóstico molecular de SARS-CoV-2 por RT-qPCR envolve estrutura laboratorial complexa e elevado custo atrelado. São necessários instalações específicas para biologia molecular, kits de extração de RNA, que podem ser manuais ou automatizados, primers e sondas (para detecção de alvos diferentes de SARS-CoV-2 e também de RNA da espécie hospedeira), controles, kits para reações de transcrição reversa e amplificação qPCR, termocicladores para PCR em tempo real e equipe altamente qualificada e treinada (Figuras 2 e 3). O teste é recomendado entre o terceiro e o sétimo dias a partir do ínicio dos sintomas (fase aguda) 35, e se baseia na detecção de sequências únicas do RNA viral 45. Os genes virais alvo do SARS-CoV-2 são: N, E, S e RdRP, sendo a recomendação feita pela Organização Pan-Americana da Saúde (Opas/OMS) 45,46. Entretanto, no Brasil, o Ministério da Saúde recomenda como gene alvo o gene E, pela sensibilidade aumentada ao teste em relação ao gene RdRP, sendo usado como marcador de escolha 47,48.

Figura 2 – Preparo de reações com amostras de swabs nasais, de orofaringe ou retais de cães e gatos para RT-qPCR

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Figura 3 – Introdução das reações no termociclador para PCR em tempo real

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

As etapas do teste são:

  1. a) coleta de amostras (cotonetes estéreis de orofaringe e nasofaringe; o padrão seria a coleta de três cotonetes – um de cada narina e um de orofaringe);

  2. b) preparação das amostras em cabine de segurança classe II A2 (com filtro hepa), esgotando o material dos cotonetes no tubo falcon; após descartá-los, divide-se a amostra em dois criotubos sem conservantes;

  3. c) extração do RNA viral (seguida pela reação da transcriptase reserva para obtenção de DNA complementar a partir do RNA viral);

  4. d) amplificação do DNA obtido;

  5. e) leitura das placas com as amostras, usando equipamento termociclador;

  6. f) liberação dos resultados 44.

Os resultados considerados positivos são os das amostras que ultrapassarem o limite de fluorescência calculado pelo próprio software utilizado no exame (é feito o cálculo do CT – cycle threshold – a partir do número de ciclos no qual as amostras apresentam crescimento exponencial sem muitas alterações). Entretanto, as amostras consideradas negativas podem ser submetidas a maior quantidade de ciclos, e se ultrapassarem os limiares da fluorescência, podem indicar uma infecção inicial ou a latência do vírus no organismo 9.

É importante considerar as limitações do teste RT-qPCR, mesmo sendo ele o padrão-ouro para detecção de SARS-CoV-2, pois alguns fatores podem levar a falso-negativos como: o tempo de infecção do animal (a amostra pode ter sido coletada em fase precoce ou tardia da infecção); a falta de sintomatologia indica baixo valor preditivo, porém não exclui a infecção; a metodologia de coleta dos cotonetes – contendo pouco material (podendo ser complicada em casos de coleta do animal sem sedação ou contenção adequada); o armazenamento; e o transporte das amostras 38,47.

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Testes sorológicos

Os métodos sorológicos vêm sendo utilizados principalmente para diagnóstico, mas também são aplicados para rastrear contato com o vírus e avaliar a imunidade de rebanho e a eficácia vacinal 49-51. A detecção de anticorpos é uma ferramenta interessante na investigação de pacientes com forte suspeita de infecção por SARS-CoV-2 e cujos testes por RT-qPCR foram negativos. A avaliação pareada em testes sorológicos aumenta o valor diagnóstico 20,52.

Esses testes são realizados com amostras de sangue total, plasma ou soro de animais suspeitos ou infectados a fim de se verificar o desenvolvimento de anticorpos IgG ou IgM específicos para infecção por SARS-CoV-2 45,53. Devem ser realizados a partir da segunda semana de infecção, visto que a carga viral estará baixando, pelo desenvolvimento dos anticorpos específicos que começarão a ser detectáveis nesse período. Os anticorpos IgM são geralmente relacionados a infecção recente da doença, ou seja, a partir da segunda semana de infecção, e os anticorpos IgG são relacionados à fase tardia ou pós-sintomática da doença, e podem ser encontrados no organismo por mais tempo após o término da infecção (meses ou anos; no caso da Covid-19, esse tempo ainda está em estudo) 53. O teste-padrão para detecção de anticorpos contra o vírus é realizado pelo método Elisa indireto (Enzyme-linked immunosorbent assay). O teste imunoenzimático demanda instalação laboratorial apropriada, com kits de Elisa específicos e validados, lavadora de placas, incubadora, espectrofotômetro para leitura de microplacas e equipe especializada (Figura 4). A metodologia baseia-se no uso de suporte sólido com antígenos virais já fixados, nos quais será adicionado o soro de teste. Se houver presença de anticorpos contra o antígeno desejado, haverá formação de complexo antígeno-anticorpo, que será reconhecido na etapa seguinte do teste, na qual um segundo anticorpo contra imunoglobulinas (chamado conjugado, pois está ligado à enzima peroxidase) é adicionado. Com a adição do substrato para enzima, as amostras positivas (ou seja, nas quais o complexo foi formado) desenvolverão coloração específica (método colorimétrico) 15,41.

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Figura 4 – Rotina automatizada para ensaios sorológicos de amostras de cães e gatos por metodologia Elisa

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Como no teste RT-qPCR, as amostras dos testes sorológicos também precisam ser coletadas em determinadas fases da doença, visando evitar falso-negativos se coletadas antes de o sistema imunológico reagir ao vírus 53. Os testes sorológicos não devem ser usados como diagnóstico isolado para SARS-CoV-2, devido à detecção de anticorpos relativamente tardia, que não permitirá o isolamento do animal antes de a transmissão ativa do vírus ser encerrada ou em tempo hábil de tratá-lo corretamente durante a manifestação clínica da doença 45,53. Como opção mais acessível, temos os testes rápidos, que utilizam o método imunocromatográfico. O princípio geral consiste em adsorver antígenos virais na membrana do teste; assim, quando a amostra é adicionada, ela migra por capilaridade. Se a amostra for positiva, ocorre a formação do antígeno-anticorpo, que continua migrando pela membrana até a proteína de captura ser imobilizada, emitindo coloração (linhas de controle e teste). Os testes rápidos por imunocromatografia ganharam enorme aceitação, pela robustez, praticidade e agilidade. A detecção combinada de IgM e IgG corresponde à melhor escolha para sensibilidade e desempenho. Entretanto, as preocupações com resultados falso-positivos – e especialmente falso-negativos –  são maiores nessa abordagem. Os testes sorológicos com baixa especificidade podem representar um grande problema para o diagnóstico e a vigilância populacional de pacientes infectados 21,54. Uma das grandes desvantagens da sorologia é a baixa sensibilidade diagnóstica na fase inicial da doença. Existe um alto índice de resultados falso-negativos em seres humanos durante os primeiros 14 dias após o início dos sintomas 22,60. A janela de soroconversão pode muitas vezes inviabilizar o uso desses testes em pacientes clinicamente ativos, o que faz com que os métodos moleculares sejam muito mais indicados. A falsa percepção de que o paciente testado não está infectado produz consequências muito sérias para a disseminação e a contenção do avanço da doença.

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Considerações finais

O SARS-CoV-2 é um vírus de transmissão entre seres humanos que eventualmente pode infectar animais domésticos, com manifestação de sinais clínicos e resposta imune variável. Nesse sentido, a compreensão dos métodos diagnósticos e a realização de estudos epidemiológicos que monitorem longitudinalmente a infecção e a exposição ao SARS-CoV-2 em cães e gatos de tutores com casos ativos de Covid-19 são importantes para o embasamento e o delineamento de medidas de prevenção e controle da Covid-19 em animais de estimação, como a quarentena, o isolamento do animal ou outras cabíveis. Nesse contexto, é importante ressaltar também a posição ocupada pelos médicos-veterinários clínicos, pois eles podem auxiliar na vigilância de casos de Covid-19 em animais de companhia, informando-os ao poder público e às instituições de pesquisa.

⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀⠀

Referências

01-YIN, Y.; WUNDERINK, R. MERS, SARS and other coronaviruses as causes of pneumonia. Respirology – Journal of the Asian Pacific Society of Respirotogy, v. 23, n. 2, p. 130-137, 2018. doi: 10.1111/resp.13196.

02-AZHAR, E. I.; EL-KAFRAWY, S. A.; FARRAJ, S. A.; HASSAN, A. M.; AL-SAEED, M. S.; HASHEM, A. M.; MADANI, T. A. Evidence for camel-to-human transmission of MERS coronavirus. The New England Journal of Medicine, v. 370, n. 26, p. 2499-2505, 2014.

03-TAY, M. Z.; POH, C. M.; RENIA, L.; MACARY, P. A.; NG, L. F. P. The trinity of COVID-19: immunity, inflammation and interventions. Nature Reviews. Immunology, v. 20, n. 6, p. 363-374, 2020. doi: 10.1038/s41577-020-0311-8.

04-ZHOU, P.; YANG, X. L.; WANG, X. G. ; HU, B.; ZHANG, L.; ZHANG, W.; SI, H. R.; ZHU, Y.; LI, B.; HUANG, C. L.; CHEN, H. D.; CHEN, J.; LUO, Y.; GUO, H.; JIANG, R. D.; LIU, M. Q.; CHEN, Y.; SHEN, X. R.; WANG, X.; ZHENG, X. S.; ZHAO, K.; CHEN, Q. J.; DENG, F.; LIU, L. L.; YAN, B.; ZHAN, F. X.; WANG, Y. Y.; XIAO, G. F.; SHI, Z. L. A pneumonia outbreak associated with a new coronavirus of probable bat origin. Nature, v. 579, n. 7798, p. 270-273, 2020. doi: 10.1038/s41586-020-2012-7.

05-ZHANG, T.; WU, Q.; ZHANG, Z. Probable pangolin origin of SARS-CoV-2 associated with the COVID-19 outbreak. Current Biology, v. 30, n. 8, p. 1346-1351, 2020. doi: 10.1016/j.cub.2020.03.022.

06-LIU, P.; CHEN, W.; CHEN, J. P. Viral metagenomics revealed sendai virus and coronavirus infection of malayan pangolins (Manis javanica). Viruses, v. 11, n. 11, p. 979, 2019. doi: 10.3390/v11110979.

07-LUAN, J.; LU, Y.; JIN, X.; ZHANG, L. Spike protein recognition of mammalian ACE2 predicts the host range and an optimized ACE2 for SARS-CoV-2 infection. Biochemical and Biophysical Research Communications, v. 526, n. 1, p. 165-169, 2020. doi: 10.1016/j.bbrc.2020.03.047.

08-LI, F.; LI, W.; FARZAN, M.; HARRISON, S. C. Structure of SARS coronavirus spike receptor-binding domain complexed with receptor. Science, v. 309, n. 5742, , p. 1864-1868, 2005. doi: 10.1126/science.1116480.

09-HOFFMANN, M.; KLEINE-WEBER, H. ; SCHROEDER, S.; KRÜGER, N.; HERRLER, T.; ERICHSEN, S.; SCHIERGENS, T. S.; HERRLER, G.;WU, N. H.; NITSCHE, A.; MÜLLER, M. A.; DROSTEN,C.; PÖHLMANN, S. SARS-CoV-2 cell entry depends on ACE2 and TMPRSS2 and is blocked by a clinically proven protease inhibitor. Cell, v. 181, n. 2, p. 271-280, 2020. doi: 10.1016/j.cell.2020.02.052.

10-GORBALENYA, A. E.; BAKER, S. C.; BARIC, R. S.; GROOT, R. J.; DROSTEN, C.; GULYAEVA, A. A.; HAAGMANS, B. L.; LAUBER, C.; LEONTOVICH, A. M.; NEUMAN, B. W.; PENZAR, D.; PERLMAN, S.; POON, L. L. M.; SAMBORSKIY, D. V.; SIDOROV, I. A.; SOLA, I.; ZIEBUHR, J. The species Severe acute respiratory syndrome-related coronavirus: classifying 2019-nCoV and naming it SARS-CoV-2. Nature Microbiology, v. 5, n. 4, p. 536-544, 2020. doi: 10.1038/s41564-020-0695-z.

11-MEHTA, P.; McAULEY, D. F.; BROWN, M.; SANCHEZ, E.; TATTERSALL, R. S.; MANSON, J. J. COVID-19: consider cytokine storm syndromes and immunosuppression. The Lancet, v. 395, n. 10229, p. 1033-1034, 2020. doi: 10.1016/S0140-6736(20)30628-0.

12-LAMERS, M. M.; BEUMER, J.; DER VAART, J. J.; KNOOPS, K.; PUSCHHOF, J.; BREUGEM, T. I.; RAVELLI, R. B. G.; VAN SCHAYCK, J. P.; MYKYTYN, A. Z.; DUIMEL, H. Q.; VAN DONSELAAR, E.; RIESEBOSCH, S.; KUIJPERS, H. J. H.; SCHIPPER, D.; VAN DE WETERING, W. J.; GRAAF, M.; KOOPMANS, M.; CUPPEN, E.; PETERS, P. J.; HAAGMANS, B. L.; CLEVERS, H. SARS-CoV-2 productively infects human gut enterocytes. Science, v. 369, n. 6499, p. 50-54, 2020. doi: 10.1126/science.abc1669.

13-BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Coronavírus, Covid-19. Sobre a doença. Ministério da Saúde, 2020. Disponível em: <https://coronavirus.saude.gov.br/sobre-a-doenca>. Acesso em 23 de julho de 2020.

14-ORAN, D. P.; TOPOL, E. J. Prevalence of asymptomatic SARS-CoV-2 infection: a narrative review. Annals of Internal Medicine, v. 173, n. 5, p. 362-367, 2020. doi: 10.7326/M20-3012.

15-MOTLEY, M. P.; BENNETT-GUERRERO, E.; FRIES, B. C.; SPITZER, E. D. Review of viral testing (polymerase chain reaction) and antibody/serology testing for severe acute respiratory syndrome-coronavirus-2 for the intensivist. Critical Care Explorations, v. 2, n. 6, p. e0154, 2020. doi: 10.1097/CCE.0000000000000154.

16-WORLD ORGANISATION FOR ANIMAL HEALTH. Information provided by the National Veterinary Services of Belgium (28/03/20). OIE, 2020. Disponível em: <https://www.maff.go.jp/j/syouan/douei/covid-19/attach/pdf/summary-17.pdf>.

17-UNITED STATES DEPARTMENT OF AGRICULTURE. Confirmation of COVID-19 in two pet cats in New York. USDA, 2020. Disponível em: <https://www.aphis.usda.gov/aphis/newsroom/news/sa_by_date/sa-2020/sars-cov-2-animals>. Acesso em 11 de julho 2020.

18-CENTERS FOR DISEASE CONTROL AND PREVENTION. Confirmation of COVID-19 in two pet cats in New York. CDC, 2020. Disponível em: <https://www.cdc.gov/media/releases/2020/s0422-Covid-19-cats-NYC.html>. Acesso em 11 de julho 2020.

19-WORLD ORGANISATION FOR ANIMAL HEALTH. Follow-up report no. 2. (22/04/2020). OIE, 2020. Disponível em: <https://www.oie.int/wahis_2/public/wahid.php/Reviewreport/Review?reportid=34086>. Acesso em 11 de julho 2020.

20-UNIVERSITAT AUTÒNOMA DE BARCELONA. Detectan el primer gato infectado con el nuevo coronavirus en el estado español. UAB, 08/05/2020. Disponível em: <https://cutt.ly/rgcBm2B>. Acesso em 11 de julho 2020.

21-PROMED INTERNATIONAL SOCIETY FOR INFECTIOUS DISEASES. COVID-19 update (177): Netherlands (NB) animal, farmed mink, Spain (CT) cat susp. ProMED, 12/05/2020. Disponível em: <https://promedmail.org/promed-post/?id=7328587>. Acesso em 11 de julho 2020.

22-DELAI, R. R.; KMETIUK, L. B.; SANTOS, A. P.; BIONDO, A. W.; MORAIS, H. A. O novo coronavírus e os animais de companhia. Revista Clínica Veterinária, ano XXV, n. 146, p. 20-32, 2020. ISSN: 1413-571-X. Disponível em: <https://www.revistaclinicaveterinaria.com.br/edicao/2020/maio-junho.html>. Acesso em: 11 de julho 2020.

23-WORLD ORGANISATION FOR ANIMAL HEALTH. Infection with sars-cov-2 in animals (03/07/2020). OIE, 2020. 4 p. Disponível em: <https://cutt.ly/UgcBzMo>. Acesso em 23 de julho de 2020.

24-WRAL. Chapel Hill pug tests positive for coronavirus; first known dog case in the US. WRAL, 2020. Disponível em: <https://www.wral.com/coronavirus/pug-with-coronavirus-first-dog/19074499/>. Acesso em 11 de julho 2020.

25-GARCIA, R. C. M.; MALDONADO, C.; Medicina Veterinária do Coletivo: um novo desafio para os veterinários. Clínica Veterinária, Ano XIV, n. 82, p. 28-30, 2009. ISSN: 1413-571-X.

26-ANCLIVEPA. Medicina Veterinária do Coletivo, Anclivepa-SP, 2020. Disponível em: <https://anclivepa-sp.com.br/2015/educacao/cursos/especializacao/medicina-veterinaria-do-coletivo/>. Acesso em 12 de julho de 2020.

27-MENG, H.; XIONG, R.HE, R.; LIN, W.; HAO, B.; ZHANG, L.; LU, Z.; SHEN, X.; FAN, T.; JIANG, W.; YANG, W.; LI, T.; CHEN, J.; GENG, Q. CT imaging and clinical course of asymptomatic cases with COVID-19 pneumonia at admission in Wuhan, China. Journal of Infection, v. 81, n. 1, p. e33-e39, 2020. doi: 10.1016/j.jinf.2020.04.004.

28-GAO, T.; PAN, X.; PAN, C. The fate of house cats during the COVID-19 pandemic. Microbes and Infection, v. 22, n. 4-5, p. 157, 2020. doi: 10.1016/j.micinf.2020.04.006.

29-SHI, J.; WEN, Z.; ZHONG, G.; YANG, H.; WANG, C.; HUANG, B.; LIU, R.; HE, X.; SHUAI, L.; SUN, Z.; ZHAO, Y.; LIU, P.; LIANG, L.; CUI, P.; WANG, J.; ZHANG, X.; GUAN, Y.; TAN, W.; WU, G.; CHEN, H.; BU, Z. Susceptibility of ferrets, cats, dogs, and other domesticated animals to SARS-coronavirus 2. Science, v. 368, n. 6494, p. 1016-1020, 2020. doi: 10.1126/science.abb7015.

30-KIM, Y. I.; KIM, S. G.; KIM, S. M.; KIM, E. H.; PARK, S. J.; YU, K. M.; CHANG, J. H.; KIM, E. J.; LEE, S.; CASEL, M. A. B.; UM, J.; SONG, M. S.; JEONG, H. W.; LAI, V. D.; KIM, Y.; CHIN, B. S.; PARK, J. S.; CHUNG, K. H.; FOO, S. S.; POO, H.; MO, I. P.; LEE, O. J.; WEBBY, R. J.; JUNG, J. U.; CHOI, Y. K. Infection and rapid transmission of SARS-CoV-2 in ferrets. Cell Host & Microbe, v. 27, n. 5, p. 704-709, 2020. doi: 10.1016/j.chom.2020.03.023.

31-WILDLIFE CONSERVATION SOCIETY NEWS ROOM. Update on the Bronx zoo on tiger which tested positive for COVID-19: Nadia’s condition improving – along with the condition of the other tigers and lions which had similar symptoms. WCS, 2020. Disponível em: <https://cutt.ly/xgcBVg3>. Acesso em 11 de julho de 2020.

32-WORLD ORGANISATION FOR ANIMAL HEALTH. SARS-CoV-2 positive test result in a in tiger in the USA (06/04/2020). OIE, 2020. Disponível em: <https://cutt.ly/ygcBNfr>. Acesso em 11 de julho 2020.

33-WORLD ORGANISATION FOR ANIMAL HEALTH. SARS-CoV-2 positive test result in a lion in the USA. Follow-up report nº. 2. (22/04/2020). OIE, 2020. Disponível em: <https://www.oie.int/wahis_2/public/wahid.php/Reviewreport/Review?reportid=3405>. Acesso em 11 de julho 2020.

34-WILDLIFE CONSERVATION SOCIETY NEWS ROOM. Update: Bronx zoo tigers and lions recovering from COVID-19. WCS, 2020. Disponível em: <hhttps://cutt.ly/ZgcB3kb>. Acesso em 11 de julho 2020.

35-LAU, E. Tigers, lions and the novel coronavirus: a discovery unfolding. Vin News Service, 2020. Disponível em: <https://news.vin.com/default.aspx?pid=210&Id=9613371>. Acesso em: 11 de julho 2020.

36-CENTERS FOR DISEASE CONTROL AND PREVENTION. COVID-19 and animals. CDC, 2020. Disponível em: <https://www.cdc.gov/coronavirus/
2019-ncov/daily-life-coping/animals.html>. Acesso em 11 de julho 2020.

37-THE OHIO STATE UNIVERSITY. COVID-19 and animals (18/05/2020). OSU, 2020. Disponível em: <https://vet.osu.edu/about-us/news/covid-19-and-animals>. Acesso em 11 de julho 2020.

38-SILVA, S. J. R. ; SILVA, C. T. A.; GUARINES, K. M.; MENDES, R. P. G.; PARDEE, K.; KOHL, A.; PENA, L. J. Clinical and laboratory diagnosis of SARS-CoV-2, the virus causing COVID-19. ACS Infectious Diseases, v. 6, n. 9, p. 2319-2336, 2020. doi: 10.1021/acsinfecdis.0c00274.

39-WANG, W.; XU, Y.; GAO, R.; LU, R.; HAN, K.; WU, G.; TAN, W. Detection of SARS-CoV-2 in different types of clinical specimens. Journal of the American Medical Association, v. 323, n. 18, p. 1843-1844, 2020. doi: 10.1001/jama.2020.3786.

40-WORLD HEALTH ORGANIZATION. Laboratory biosafety guidance related to coronavirus disease 2019 (COVID-19): interim guidance, 12 february 2020. WHO, 2020. 13 p. Disponível em: <https://cutt.ly/PgcNq0z>. Acesso em 21 de outubro de 2020.

41-OLIVEIRA, B. A.; OLIVEIRA, L. C.; SABINO, E. C.; OKAY, T. S. SARS-CoV-2 and the COVID-19 disease: a mini review on diagnostic methods. Revista do Instituto de Medicina Tropical de São Paulo, v. 62, n. e44, p. 1-8, 2020. doi: 10.1590/S1678-9946202062044.

42-MENEZES, M. E. Diagnóstico laboratorial do coronavírus (SARS-CoV-2) causador da COVID-19. Sociedade Brasileira de Análises Clínicas, 2020. Disponível em: <https://www.sbac.org.br/blog/2020/03/30/diagnostico-laboratorial-do-coronavirus-sars-cov-2-causador-da-covid-19/>. Acesso em 12 de julho de 2020.

43-WOLFEL, R.; CORMAN, V. M.; GUGGEMOS, W.; SEILMAIER, M.; ZANGE, S.; MULLER, M. A.; NIEMEYER, D.; JONES, T. C.; VOLLMAR, P.; ROTHE, C.; HOELSCHER, M.; BLEICKER, T.; BRUNINK, S.; SCHNEIDER, J.; EHMANN, R.; ZWIRGLMAIER, K. ; DROSTEN, C. ; WENDTNER, C. Virological assessment of hospitalized patients with COVID-2019. Nature, v. 581, n. 7809, p. 465-469, 2020. doi: 10.1038/s41586-020-2196-x.

44-SOCIEDADE BRASILEIRA DE PATOLOGIA CLÍNICA. Métodos laboratoriais para diagnóstico da infecção pelo SARS-CoV-2. SBPC, 2020. Disponível em: <http://www.sbpc.org.br/wp-content/uploads/2020/04/MetodosLaboratoriaisDiagnosticoSARS-CoV-2.pdf>. Acesso em 12 de julho de 2020.

45-BRASIL. MINISTÉRIO DA SAÚDE. Boletim COE COVID-19. Centro de Operações de Emergência em Saúde Pública/Doença pelo coronavírus 2019, Boletim Epidemiológico 12 – COE COVID-19. Ministério da Saúde, 19 de abril de 2020. Disponível em: <https://portalarquivos.saude.gov.br/images/pdf/2020/April/19/BE12-Boletim-do-COE.pdf>. Acesso em 11 de julho de 2020.

46-WENTWORTH, D. E.; HOLMES, K. V. Molecular determinants of species specificity in the coronavirus receptor aminopeptidase N (CD13): influence of N-linked glycosylation. Journal of Virology, v. 75, n. 20, p. 9741-9752, 2001. doi: 10.1128/JVI.75.20.9741-9752.2001.

47-WORLD HEALTH ORGANIZATION. Laboratory testing for coronavirus disease 2019 (COVID-19) in suspected human cases. Interim guidance. WHO, 2020. Disponível em: <https://www.who.int/publications/i/item/laboratory-testing-for-2019-novel-coronavirus-in-suspected-human-cases-20200117>. Acesso em 12 de julho de 2020.

48-MINISTÉRIO DA SAÚDE. SECRETARIA DE VIGILÂNCIA EM SAÚDE. Guia de Vigilância Epidemiológica: emergência de saúde pública de importância nacional pela doença pelo coronavírus 2019. Ministério da Saúde, 2019. Disponível em: <https://portalarquivos.saude.gov.br/images/af_gvs_coronavirus_6ago20_ajustes-finais-2.pdf>. Acesso em 12 de julho de 2020.

49-DENG, J.; JIN, Y.; LIU, Y.; SUN, J.; HAO, L.; BAI, J.; HUANG, T.; LIN, D.; JIN, Y.; TIAN, K. Serological survey of SARS-CoV-2 for experimental, domestic, companion and wild animals excludes intermediate hosts of 35 different species of animals. Transboundary and Emerging Diseases, v. 67, n. 4, p. 1745-1749, 2019. doi: 10.1111/tbed.13577.

50-ZHANG, Q.; ZHANG, H.; HUANG, K.; YANG, Y.; HUI, X.; GAO, J.; HE, X.; LI, C.; GONG, W. ; ZHANG, Y.; PENG, C.; GAO, X.; CHEN, H.; ZOU, Z.; SHI, Z.; JIN, M. SARS-CoV-2 neutralizing serum antibodies in cats: a serological investigation. bioRxiv, 2020. doi: 10.1101/2020.04.01.021196.

51-LONG, Q. X.; LIU, B. Z.; DENG, H. J.; WU, G. C.; DENG, K.; CHEN, Y. K.; LIAO, P.; QIU, J. F.; LIN, Y.; CAI, X. F.; WANG, D. Q.; HU, Y.; REN, J. H.; TANG, N.; XU, Y. Y.; YU, L. H.; MO, Z. ; GONG, F.; ZHANG, X. L.; TIAN, W. G.; HU, L.; ZHANG, X. X.; XIANG, J. L.; DU, H. X.; LIU, H. W.; LANG, C. H.; LUO, X. H.; WU, S. B.; CUI, X. P.; ZHOU, Z.; ZHU, M. M.; WANG, J.; XUE, C. J.; LI, X. F.; WANG, L.; LI, Z. J.; WANG, K.; NIU, C. C.; YANG, Q. J.; TANG, X. J.; ZHANG, Y.; LIU, X. M.; LI, J. J.; ZHANG, D. C.; ZHANG, F.; LIU, P.; YUAN, J.; LI, Q.; HU, J. L.; CHEN, J.; HUANG, A. L. Antibody responses to SARS-CoV-2 in patients with COVID-19. Nature Medicine, v. 26, n. 6, p. 845-848, 2020. doi: 10.1038/s41591-020-0897-1.

52-UNIVERSIDADE FEDERAL DE MINAS GERAIS. RT-PCR ou sorológico? Entenda as diferenças entre os testes para a covid-19. UFMG, 2020. Disponível em: <https://www.medicina.Ufmg.br/rt-pcr-ou-sorologico-entenda-as-diferencas-entre-os-testes-para-a-covid-19/>. Acesso em: 12 de julho de 2020.

53-SILVA, S. J. R.; PENA, L. J. A word of caution in interpreting COVID-19 diagnostics tests. Journal of Medical Virology, p. 1-2, 2020. doi: 10.1002/jmv.26531.

54-TANG, M. S.; HOCK, K. G.; LOGSDON, N. M.; HAYES, J. E.; GRONOWSKI, A. M.; ANDERSON, N. W.; FARNSWORTH, C. W. Clinical performance of two SARS-CoV-2 serologic assays. Clinical Chemistry, n. 66, p. 1055, 2020. doi: 10.1093/clinchem/hvaa120.

Deixe uma resposta

O seu endereço de e-mail não será publicado. Campos obrigatórios são marcados com *